一、實驗前準備

1. ?動物處理?

• 需禁食24小時（不禁水）以減少消化道內容物干擾
  

• 處死方法優先選擇擊打頭蓋骨法（抓住尾部提起后用硬物猛擊頭部）或過量麻醉法（30倍麻醉劑量注射）
  

2. ?器械準備?

• 需備齊無齒鑷、固定針及充氧營養液（37℃恒溫）
  

• 電鏡取材需預冷戊二醛固定液（1分鐘內完成組織轉移）
  

二、解剖取材流程

1. ?體腔暴露?

• 仰臥位固定后，沿腹中線剪開皮膚及肌肉層，向上剪開胸骨暴露胸腹腔
  

• 優先觀察有無腹水或肉眼病變，記錄臟器位置異常
  

2. ?器官取材規范?

• ?消化系統?：空腔臟器（如腸管）需沿腸系膜分離，平鋪濾紙上固定；腸段標本通常取1.5cm，兩端結扎線固定
  

• ?肝膽系統?：豚鼠膽囊需連膽管整體摘取，可沿長軸剖開分為兩半使用
  

• ?特殊部位?：內淋巴囊取材需顯微鏡下經顱定位，組織學驗證位置準確性
  

三、樣本處理要點

1. ?病理取材?

• 病變組織需包含病灶全貌及交界區（如腫瘤需取轉移灶和切緣）
  

• 標準取材尺寸建議1.5×1.5×0.5cm，避免擠壓/刮抹損傷
  

2. ?電鏡樣本?

• 必須在離體1分鐘內放入戊二醛固定液，器官取材部位要精確（如腎皮質而非髓質）
  

• 組織塊厚度不超過1mm3，刀片需鋒利避免人工假象
  

四、輔助技術

1. ?活體采血?

• 足背中靜脈采血：酒精消毒后針刺靜脈，采血后紗布壓迫止血
  

• 心臟采血：方法與家兔采血相似，成年豚鼠平均可獲2.5ml血液
  

2. ?氣道模型取材?

• 變應性炎癥模型需經氣管行鼻腔/肺部灌洗，灌洗液回收率可達80%
  

五、注意事項

• 操作全程保持器械無菌，消化系統取材需用生理鹽水沖洗粘液
  

• 電鏡樣本避免使用金屬器械接觸，建議用竹簽轉移組織
  

• 群居豚鼠需單獨隔離后再取材，減少應激干擾